Die AG Biomin untersucht Biokristallisations-prozesse in Mikroalgen, insbesondere in Dinoflagellaten. Wir möchten verstehen, wie diese einzelligen Organismen hochgeordnete mineralische Strukturen und organische Kristalle wie Calciumcarbonat und Guanin bilden und wie diese Prozesse zum Kreislauf der Elemente in aquatischen Ökosystemen beitragen.
Um die Mechanismen der Kristallbildung und strukturellen Organisation besser zu verstehen, kombinieren wir kontrollierte Kultivierungsexperimente mit modernen spektroskopischen und bildgebenden Methoden. Darüber hinaus nutzen wir diese biologischen Strukturen als Inspiration für die Entwicklung funktionaler biobasierter Materialien.
Die Biomineralisation erforscht die Bildung mineralischer Strukturen durch Organismen und liefert damit einen zentralen Schlüssel zum Verständnis der Wechselwirkungen zwischen Biosphäre und Geosphäre. Sie untersucht die Mechanismen, mit denen Lebewesen anorganische-organische Hybridmaterialien wie Calciumcarbonat oder Silikate erzeugen, um sich an wechselnde Umweltbedingungen anzupassen, Schutzstrukturen auszubilden oder funktionelle Eigenschaften zu entwickeln. Biominerale dokumentieren nicht nur biologische Prozesse, sondern sind zugleich Archive vergangener Umwelt- und Klimabedingungen.
Seit rund 500 Millionen Jahren prägen insbesondere Algen die Umwelt unseres Planeten, indem sie CO₂ durch die Ausfällung von Mineralien binden. Diese Prozesse führen zu einer beeindruckenden Vielfalt komplexer Architekturen mit außergewöhnlichen morphologischen Eigenschaften. Ein herausragendes Beispiel sind die hochgeordneten, porösen Kalkstrukturen einzelliger Dinoflagellaten, deren regelmäßige Organisation mit heutigen technologischen Methoden bislang nicht reproduziert werden kann. Die Untersuchung solcher Systeme ermöglicht es, grundlegende Prinzipien der Strukturbildung zu entschlüsseln und zugleich Rückschlüsse auf vergangene Umweltbedingungen zu ziehen.
Während die biochemischen Grundlagen der Biomineralbildung in Modellorganismen wie Diatomeen oder Coccolithophoriden bereits vergleichsweise gut verstanden sind, sind die zugrunde liegenden Mechanismen in Dinoflagellaten noch weitgehend ungeklärt. Besonders bemerkenswert ist dabei, dass die Mineralbildung nicht in streng kontrollierten intrazellulären Kompartimenten erfolgt, sondern in einem extrazellulären Raum, der sogenannten äußeren Matrix. Diese Besonderheit macht Dinoflagellaten zu einem vielversprechenden Modellsystem – sowohl für das grundlegende Verständnis biologischer Strukturbildung als auch für die Entwicklung biomimetischer Materialien. Biologisch erzeugte mesoporöse Strukturen stellen eine besonders attraktive Materialklasse dar, da sie komplexe Funktionalität mit hoher Biokompatibilität vereinen.
Die Biomineralisation steht damit im Zentrum eines interdisziplinären Forschungsfeldes, das Biologie, Chemie, Geowissenschaften und Materialwissenschaften verbindet. Durch enge Kooperationen mit angrenzenden Disziplinen entsteht ein breites, analytisch geprägtes und anwendungsorientiertes Forschungs- und Lehrprofil. Praktische Arbeiten im Labor bilden dabei eine wesentliche Grundlage, insbesondere im Umgang mit modernen analytischen Verfahren zur Charakterisierung biologischer Systeme und von hydrierten, amorphen Substanzen.
Studierende, die sich in diesem Bereich spezialisieren möchten, erwerben ein fundiertes Verständnis der Prozesse an der Schnittstelle von belebter und unbelebter Natur. Dieses Wissen eröffnet vielfältige berufliche Perspektiven, etwa in der Umwelt- und Klimaforschung, der Materialentwicklung, der biogeochemischen Analytik oder in der akademischen Forschung. Entsprechende Qualifikationen können im Rahmen der geowissenschaftlichen Studiengänge (B.Sc. und M.Sc.) mit entsprechender Schwerpunktsetzung sowie durch eine Promotion erworben werden.
- Das ungewöhnliche Genom der Dinoflagellaten: Sequenzierung der kalzifizierenden Mikroalge L. granifera)
- Raman spectroscopic analysis of biomass in speleothems: A spectral fingerprint of past changes in vegetation?
- DINOMAT (JA2659/3-1):
Understanding Biocrystallization in Dinoflagellates:
From Biological Pathways to Functionalized Hybrid Materials
- DinoLight (SAB 100503468):
Recruiting unicellular algae for the mass production of nano-structured perovskites
in collaboration with Prof. I. Zlotnikov and Prof. M. Schlierf, BCUBE Dresden
MSc- und BSc- Studierende
Alumni
- Dr. Amina Alizade (PhD student from 2021-2025)
Röntgendiffraktometrie
Viele Materialien – von natürlichen Gesteinen bis hin zu modernen Hightech-Werkstoffen – bestehen aus winzigen Kristallen. Solche Strukturen werden mit der Röntgenpulverdiffraktometrie (XRD oder PXRD) untersucht, einer zentralen Methode in den Geo- und Materialwissenschaften. Sie ermöglicht die Identifizierung und Charakterisierung kristalliner Substanzen (Phasen) sowie deren qualitative und quantitative Bestimmung und erlaubt zudem Rückschlüsse auf die atomare Struktur.
Finanziert mithilfe von Unterstützung durch Core4U 
Installation in Q3/2026
Ansprechpartner: Jun.-Prof. Dr. A. Jantschke
Viele Materialien – von natürlichen Gesteinen bis hin zu modernen Hightech-Werkstoffen – bestehen aus winzigen Kristallen. Solche Strukturen werden mit der Röntgenpulverdiffraktometrie (XRD oder PXRD) untersucht, einer zentralen Methode in den Geo- und Materialwissenschaften. Sie ermöglicht die Identifizierung und Charakterisierung kristalliner Substanzen (Phasen) sowie deren qualitative und quantitative Bestimmung und erlaubt zudem Rückschlüsse auf die atomare Struktur.
Das Seifert Röntgendiffraktometer XRD 3000 TT zur Phasenanalyse von kristallinen Materialien ist als Vollschutzgerät ausgeführt. Der Röntgengenerator kann im Bereich 2 bis 60 kV und 2 bis 80 mA betrieben werden (max. 3,5 KW). Das Goniometer in Bragg-Brentano Geometrie besitzt eine Winkelauflösung von 0,0005° 2Θ und arbeitet mit fest stehendem Probenhalter. Das Gerät verfügt über eine automatische Divergenzblende, einen Probenwechsler mit Probenrotation und einen Sekundärmonochromator. Zur Aufnahme der Röntgenreflexe kommt ein Szintillations-Detektor zum Einsatz. Für hohe Auflösung kann ein Primärmonochromator adaptiert werden.
Ansprechpartner: Jun.-Prof. Dr. A. Jantschke, Ralf Meffert
ie XRD-Mühle McCrone wurde speziell für die Probenvorbereitung in der Röntgendiffraktometrie entwickelt. Ihre hohe Effizienz beruht auf einem einzigartigen Mahlprinzip: 48 zylindrische Mahlkörper werden in einem auf einer Kreisbahn taumelnden Mahlbecher reibend bewegt und zerkleinern das Ausgangsmaterial von Korngrößen < 0,5 mm bis in den unteren Mikrometerbereich (typischerweise < 10 µm). Dadurch ist die Mahldauer kurz, der Materialverlust minimal und die resultierende Partikelgrößenverteilung sehr eng.
Diese schonende Zerkleinerung führt zu peakförmigen Signalen mit geringer Halbwertsbreite im Röntgendiffraktogramm und ermöglicht somit eine präzise Phasenanalyse. Gleichzeitig bleibt die Kristallgitterstruktur weitgehend erhalten, da kaum Kristallbaufehler entstehen – eine entscheidende Voraussetzung für aussagekräftige XRD-Daten.
Die XRD-Mühle McCrone eignet sich sowohl für die Nass- als auch für die Trockenvermahlung .
Ansprechpartner: Jun.-Prof. Dr. A. Jantschke
Zellkulturlabor (photosynthetische Mikroalgen)
In der AG Biomin werden photosynthetische Mikroalgen sowohl in Meer- als auch Süßwasser unter kontrollierten Bedingungen kultiviert, mit einem besonderen Fokus auf Dinoflagellaten. Aktuell umfasst die Sammlung 33 Arten kultiviert in 10 Medien.
Taxonomisch dominieren Dinoflagellaten (13 Stämme), ergänzt durch Diatomeen (7), Grünalgen (5), Cryptophyceae (3), Cyanobakterien (2), Synurales (2) sowie Haptophyten.
Ansprechpartner: Jun.-Prof. Dr. A. Jantschke
Der PLG 400 ist ein Klimaschrank zur kontrollierten Kultivierung von Pflanzen und Mikroorganismen unter definierten Umweltbedingungen. Temperatur, Lichtintensität sowie Tag-/Nachtzyklen können präzise eingestellt werden, um reproduzierbare Wachstumsbedingungen zu gewährleisten.
Ansprechpartner: Jun.-Prof. Dr. A. Jantschke
Für sterile Arbeiten werden ein Autoklav (Systec V-95) sowie eine Laminar-Flow-Werkbank (SafeFAST Classic) verwendet. Der Autoklav ermöglicht die Sterilisation von Medien, Lösungen und Geräten durch gesättigten Wasserdampf unter Druck. Die Sterilbank gewährleistet durch HEPA-filtrierte Laminarströmung eine partikelfreie Arbeitsumgebung, sodass Kulturen und Proben unter aseptischen Bedingungen bearbeitet werden können.
Ansprechpartner: Jun.-Prof. Dr. A. Jantschke
Das Olympus IX70 ist ein inverses Fluoreszenzmikroskop zur Untersuchung von Proben in Durchlicht- und Epifluoreszenzmodi. Durch die invertierte Bauweise eignet es sich besonders für die Analyse von Proben in Flüssigkeiten oder Zellkulturen. Das System verfügt über modulare Filterwürfel für die Epifluoreszenz sowie die Möglichkeit zur Integration von Polarisationsfiltern, wodurch neben fluoreszenzmarkierten Strukturen auch anisotrope Materialeigenschaften untersucht werden können.
Ansprechpartner: Jun.-Prof. Dr. A. Jantschke
Der LUNA-FL ist ein automatisierter Fluoreszenz-Zellzähler der Firma Logos Biosystems zur schnellen und reproduzierbaren Bestimmung von Zellzahl und Zellviabilität. Das System kombiniert mikroskopische Bildaufnahme mit integrierter Softwareanalyse und ermöglicht sowohl Hellfeld- als auch Fluoreszenzmessungen.
Ansprechpartner: Jun.-Prof. Dr. A. Jantschke
Der automatische Titrator Mettler Toledo DL58 ist ein mikroprozessorgesteuertes Analysesystem zur präzisen und reproduzierbaren Durchführung verschiedenster Titrationen. Er ermöglicht unter anderem potentiometrische, photometrische sowie amperometrische und pH-statierte Titrationen und bietet eine flexible Methodenerstellung durch frei programmierbare Abläufe.
In der AG Biomin wird das System für die kontrollierte Synthese von amorphem Calciumcarbonat (ACC) eingesetzt, um Reaktionsparameter wie pH-Wert und Titrationsrate exakt zu steuern. Durch die automatisierte, inkrementelle Zugabe der Reagenzien sowie die kontinuierliche Überwachung der Lösung (z. B. pH oder Potential) können Übersättigung und Keimbildung gezielt reguliert werden, was eine reproduzierbare und kontrollierte ACC-Bildung ermöglicht.
Ansprechpartner: Jun.-Prof. Dr. A. Jantschke, C. Liedgens
Cryo-Elektronenmikroskopie
Die Kryo-Elektronenmikroskopie (Cryo-EM) ist eine Methode zur Untersuchung von Proben im nahezu nativen Zustand. Dabei werden die Proben schockgefroren, sodass Wasser glasartig erstarrt und die Struktur ohne Austrocknung oder Artefakte erhalten bleibt.
Eine wichtige Technik ist die Freeze-Fracture-Methode: Gefrorene Proben werden aufgebrochen, wobei Bruchflächen entlang von Membranen oder strukturellen Schwachstellen entstehen. Diese Flächen können anschließend im Elektronenmikroskop untersucht werden und liefern detaillierte Einblicke in die Organisation von Zellmembranen und deren Proteinen. Cryo-EM wird daher vor allem eingesetzt, um biologische Strukturen – insbesondere Membranen und große Biomoleküle – in hoher Auflösung zu analysieren.
Am Institut für Geowissenschaften der JGU stehen alle notwendigen Geräte für Kryo-SEM-Analysen einschließlich Freeze-Fracture zur Verfügung.
Das Leica EM VCM (Vacuum Cryo Mounting) und das Leica EM VCT500 (Vacuum Cryo Transfer) bilden zusammen ein Kryo-Workflow-System für die Elektronenmikroskopie: Während der VCM als Arbeitsplattform für das Präparieren, Laden und Manipulieren von Proben unter Vakuum und kryogenen Bedingungen dient, ermöglicht der VCT500 den anschließenden kontaminationsfreien Transfer der Proben zwischen Präparationsgeräten und Mikroskop, ohne Unterbrechung der Kryo- und Vakuumbedingungen.
Ansprechpartner Cryo-Präparation: Jun.-Prof. Dr. A. Jantschke
Die Kryo-Elektronenmikroskopie (Cryo-EM) ist eine Methode zur Untersuchung von Proben im nahezu nativen Zustand. Dabei werden die Proben schockgefroren, sodass Wasser glasartig erstarrt und die Struktur ohne Austrocknung oder Artefakte erhalten bleibt.
Eine wichtige Technik ist die Freeze-Fracture-Methode: Gefrorene Proben werden aufgebrochen, wobei Bruchflächen entlang von Membranen oder strukturellen Schwachstellen entstehen. Diese Flächen können anschließend im Elektronenmikroskop untersucht werden und liefern detaillierte Einblicke in die Organisation von Zellmembranen und deren Proteinen. Cryo-EM wird daher vor allem eingesetzt, um biologische Strukturen – insbesondere Membranen und große Biomoleküle – in hoher Auflösung zu analysieren.
Am Institut für Geowissenschaften der JGU stehen alle notwendigen Geräte für Kryo-SEM-Analysen einschließlich Freeze-Fracture zur Verfügung.
Der Leica EM ACE600 dient zur Abscheidung ultradünner leitfähiger Schichten (Metall oder Kohlenstoff) auf Proben für SEM/TEM. In der Kryo-Konfiguration ermöglicht er die Beschichtung unter kryogenen Bedingungen, inklusive Kryotisch, Gefrierbruch-Option (Freeze-Fracture) und Schnittstelle zum Kryotransfer.
Ansprechpartner Cryo-Präparation: Jun.-Prof. Dr. A. Jantschke
Die Kryo-Elektronenmikroskopie (Cryo-EM) ist eine Methode zur Untersuchung von Proben im nahezu nativen Zustand. Dabei werden die Proben schockgefroren, sodass Wasser glasartig erstarrt und die Struktur ohne Austrocknung oder Artefakte erhalten bleibt.
Eine wichtige Technik ist die Freeze-Fracture-Methode: Gefrorene Proben werden aufgebrochen, wobei Bruchflächen entlang von Membranen oder strukturellen Schwachstellen entstehen. Diese Flächen können anschließend im Elektronenmikroskop untersucht werden und liefern detaillierte Einblicke in die Organisation von Zellmembranen und deren Proteinen. Cryo-EM wird daher vor allem eingesetzt, um biologische Strukturen – insbesondere Membranen und große Biomoleküle – in hoher Auflösung zu analysieren.
Am Institut für Geowissenschaften der JGU stehen alle notwendigen Geräte für Kryo-SEM-Analysen einschließlich Freeze-Fracture zur Verfügung.
Der Leica EM TIC 3X ist ein Ionenstrahl-Präparationssystem, das die präzise Herstellung von Querschnitten und Oberflächen mittels Dreifach-Ionenstrahl ermöglicht. Mit Kryo-Option (Kühltisch bis ca. −160 °C und Kryo-Probenhalter) können temperaturempfindliche oder gefrorene Proben unter kryogenen Bedingungen präpariert werden, ohne Strukturveränderung oder Auftauen.
Ansprechpartner Cryo-Präparation: Jun.-Prof. Dr. A. Jantschke
Die Kryo-Elektronenmikroskopie (Cryo-EM) ist eine Methode zur Untersuchung von Proben im nahezu nativen Zustand. Dabei werden die Proben schockgefroren, sodass Wasser glasartig erstarrt und die Struktur ohne Austrocknung oder Artefakte erhalten bleibt.
Eine wichtige Technik ist die Freeze-Fracture-Methode: Gefrorene Proben werden aufgebrochen, wobei Bruchflächen entlang von Membranen oder strukturellen Schwachstellen entstehen. Diese Flächen können anschließend im Elektronenmikroskop untersucht werden und liefern detaillierte Einblicke in die Organisation von Zellmembranen und deren Proteinen. Cryo-EM wird daher vor allem eingesetzt, um biologische Strukturen – insbesondere Membranen und große Biomoleküle – in hoher Auflösung zu analysieren.
Am Institut für Geowissenschaften der JGU stehen alle notwendigen Geräte für Kryo-SEM-Analysen einschließlich Freeze-Fracture zur Verfügung.
Der Leica Slush Freezer erzeugt eine kalte Stickstoff-„Slush“-Phase, um (insbesondere größere) Proben sehr schnell und gleichmäßig einzufrieren und so die native Struktur zu bewahren, bevor sie weiter bearbeitet oder analysiert werden. Mithilfe der Leica Cryo Saw können gefrorene Proben in definierte Querschnitte oder kleinere Stücke gesägt werden können, ohne dass sie durch Erwärmung oder mechanische Verformung beschädigt werden – wichtig für die anschließende Analyse im Elektronenmikroskop.
Ansprechpartner Cryo-Präparation: Jun.-Prof. Dr. A. Jantschke
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ORCID: 0000-0003-1257-8830 / Google Scholar
